Effectiveness of Chenopodium ambrosioides (santa maria herb) for controlling Coturnix japonica (japanese quail) endoparasites

Pesquisa Veterinária Brasileira

Vasconcellos, Henrique V.G.¹  Gallo, Samira S.M.¹  Barbosa, Celso G.³  Aurnheimer, Rita de Cássia M.²  Pereira, Maria Angélica V. da Costa¹  Ferreira, Ildemar³  Sanavria, Argemiro³  Vita, Gilmar F.³ 

[1] Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, Campos dos Goytacazes, BR;Centro Universitário Anhanguera, Niterói, BR;Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, BR

关键词:  Chenopodium ambrosioides;    Coturnix japônica;    endoparasitosis.;   

DOI  :  10.1590/S0100-736X2015000500006

来源: Colegio Brasileiro de Patologia Animal-CBPA

【 摘 要 】

:The aim was in vitro and in vivo to test the effectiveness of Chenopodium ambrosioides Linnaeus, 1786 (santa maria herb) medicinal plant, in regard to phytotherapeutic and homeopathic forms as alternative methods to control Coturnix japonica Temminck & Schlegel, 1849 (japanese quail) endoparasites. The parasitosis is a serious problem affecting domestic poultry raising and performance causing death, delay in grow, food conversion rate reduction and increase of susceptibility to infectious diseases. Methodologies were advocated by Coles et al. (1992), corroborated by World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (WAAVP). Presence of the genera Ascaridia and Eimeria was displayed by this survey. In vitro essay demonstrated high reduction rate on eggs eclosion inhibition of Ascaridia sp. (100.00%) and significant reduction rate on oocyst destruction of Eimeria sp. (47.06%). In vivo essay demonstrated high fecal egg counting reduction rate of Ascaridia sp. (100.00%) and expressive fecal oocyst counting reduction rate of Eimeriasp. (60.33%). C. ambrosioides showed upper rates front traditional product (Thiabendalol/Mebendazol) as well as to those ones advocated by the Brazilian Ministry of Agriculturel and the World Health Organization as effectiveness indicative.Index Terms: Chenopodium ambrosioides; Coturnix japônica; endoparasitosis.IntroduçãoO crescimento do setor da coturnicultura no Brasil é muito significativo. O país é o quinto produtor mundial de carne de codornas e o segundo em ovos, com um efetivo de criação de aproximadamente 15 milhões de indivíduos (IBGE 2011, Silva et al. 2011). Entre as vantagens oferecidas ao pequeno e médio produtor para sua criação está o rápido crescimento, alta produção, menor demanda espacial e baixo investimento (Martins 2002, Albino & Barreto 2003).Inúmeras patologias estão associadas à criação e desempenho de aves em cativeiro, e uma delas constantemente observada, é a infecção parasitária intestinal, que pode ocasionar retardo no crescimento, anemia, atrofia da musculatura peitoral, obstrução intestinal, perfuração de mucosas, aumento na suscetibilidade às doenças infecciosas e morte quando muito intensa (Back 2002, Cubas & Godoy 2004, Galvão & Pereira 2011).Dentre as formas sugeridas para o tratamento das endoparasitoses aviárias, salientamos a utilização de plantas da "medicina popular". A fitoterapia e a homeopatia surgem como alternativas para promover esse controle, oferecendo aos criadores, uma metodologia limpa e sem maiores agravantes (Brito et al. 2009, Fernandes et al. 2009).Terapias alternativas naturais para cura de enfermidades animais encontram-se em fase de investigação de eficácia. Testar produtos da flora medicinal, contrapondo-os frente aos tradicionais, e verificar sua eficiência sobre espécies que causam danos à saúde do animal, é uma contribuição de pesquisadores da área, e também conscientização da busca de novas opções, para os problemas que atualmente afligem a saúde de toda uma classe (Vita et al. 2014).O objetivo do estudo foi testar in vitro e in vivo a eficácia da planta medicinal Chenopodium ambrosioides Linnaeus, 1786, erva-de-Santa-Maria, nas formas fitoterápica e homeopática, como meios alternativos para o controle de endoparasitos de Coturnix japonica Temminck & Schlegel, 1849, codorna Japonesa.Material e MétodosA pesquisa foi conduzida no Laboratório de Zoologia, Instituto de Biologia, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ), localizado no município de Seropédica, estado do Rio de Janeiro, e Setor de Parasitologia Animal, Laboratório de Sanidade Animal, Hospital Veterinário, Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias, Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF), localizado no município de Campos dos Goytacazes, estado do Rio de Janeiro, no período de 2011-2012.Foram realizados dois experimentos, um fitoterápico e outro homeopático, onde se avaliou a eficácia da planta com ensaio inicial in vitro, teste de inibição de eclosão de ovos/destruição de oocistos, e a posteriori in vivo, teste de redução da contagem de ovos/oocistos nas fezes.O extrato das folhas de Chenopodium ambrosioides foi obtido comercialmente no Laboratório Dr. Faria E.M. Mello Ltda, sendo na forma fitoterápica como tintura mãe e na forma homeopática em baixa dinamização hahnemanniana (CH6), ambas diluídas em solução alcoólica a 70%.Nos experimentos fitoterápico e homeopático, tanto no ensaio in vitro ou in vivo, foram empregadas 36 codornas japonesas, com cinco semanas de vida e peso vivo médio de 140 g, criadas em sistema intensivo, com infecção parasitária natural, sem administração prévia de anti-helmínticos (Coles et al. 1992).As codornas foram originárias de uma granja situada na localidade de São Miguel, município de Seropédica, estado do Rio de Janeiro. As aves foram alojadas em gaiolas de arame galvanizado apropriadas (1 m x 50 cm x 20 cm), com nove animais por gaiola. A alimentação constou de ração balanceada para postura, de 25 a 30g/dia, e água ofertada ad libitum. A temperatura foi ambiente e a iluminação natural, sendo poupadas da luz direta do sol (SEBRAE 2006, SBRT 2007).Para a coleta do material biológico, no dia da realização do teste, o piso sob a área das gaiolas foi previamente forrado com lona plástica às 5:00 horas da manhã, com recolhimento do material fecal às 6:00 horas. Este foi acondicionado em potes plásticos, devidamente identificados, mantidos sob refrigeração (2 a 8°C) e encaminhados ao laboratório para realização das análises em no máximo três horas, a contar do momento em que se fez a forragem (Coles et al. 1992, OPAS 2010).As metodologias utilizadas na pesquisa foram preconizadas por Coles et al. (1992), e embasadas pela World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (WAAVP), no próprio trabalho deste autor. Ensaio in vitro Foram realizados oito tratamentos, sendo três na forma fitoterápica, três na forma homeopática, um controle negativo e um controle positivo, com três repetições, em um delineamento inteiramente casualizado, totalizando 24 parcelas. Preparação da suspensão de ovos/oocistos 1) 25g de fezes com 200ml de água foram homogeneizadas com um agitador de laboratório. As amostras foram manuseadas em menos de três horas após a coleta.2) A solução obtida foi passada para tigela através de tamis de malha 100 com 20 cm de diâmetro (abertura de 0,15mm). O filtrado foi colocado em oito tubos de Clayton Lane.3) Centrifugou-se por dois minutos a 1500rpm, descartando-se após o sobrenadante.4) Os tubos foram agitados para soltar o sedimento e, em seguida, solução saturada de cloreto de sódio foi adicionada até a formação de um menisco acima do tubo. Lamínulas foram colocadas sobre os tubos e a amostra foi centrifugada por dois minutos a 1000rpm.5) Cuidadosamente as lamínulas foram retiradas dos tubos e lavadas, sendo os ovos/oocistos deslizados para um tubo de centrífuga de vidro cônico, preenchido com água e centrifugado por dois minutos a 1500rpm.6) Novamente o sobrenadante foi removido e os ovos/oocistos ressuspendidos na água. Procedimento do teste 1) 2ml da suspensão de ovos/oocistos (menos de três horas anterior à coleta) foram colocados em poços de placa de cultivo com 24 cavidades.2) 1ml do extrato da planta foi misturado com as seguintes diluições: 0,060ml:0,940ml H2O, 0,120 ml:0,880ml H2O e 200ml:0,800ml H2O.3) No poço controle positivo foram adicionados 0,010ml de solução de Thiabendazole/Mebendazole (Neovermin® - Neo Química Brasil), conforme estabelecido pelo laboratório, aos 2ml da suspensão. O produto foi dissolvido em 0,990 ml de metanol.4) No poço controle negativo foram adicionados 1ml de água aos 2ml da suspensão.5) Após permanência em BOD a 27°C por 48 horas, duas gotas de solução de Lugol's iodine foram adicionadas para parar a incubação dos ovos/proliferação dos oocistos.6) Todos os ovos (mortos e embrionados), larvas recém-eclodidas e oocistos destruídos em cada poço foram contados. Foram realizadas três repetições para cada tratamento com extrato da planta e controle positivo e negativo. Ensaio in vivo 1) Os animais foram distribuídos aleatoriamente em grupos controles negativo (água), positivo (Thiabendazole/Mebendazole) e tratados (fitoterápico e homeopático), em quatro gaiolas, com nove animais cada, conforme recomendação do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (1997) e Vercruysse et al. (2001).2) Um mínimo de 30g de fezes foi coletada de cada grupo.3) As amostras foram conduzidas ao laboratório dentro do prazo estabelecido de três horas, para a contagem dos ovos/oocistos. Procedimento do tratamento 1) Os animais foram tratados por três dias alternados, duas vezes ao dia. Quando do controle positivo (Thiabendazole/Mebendazole), por via oral, em mililitro por quilograma de peso, na dosagem de 0,300 ml para cada codorna, conforme estabelecido pelo fabricante, utilizando seringas descartáveis, e quando dos tratamentos homeopático e fitoterápico, por deposição em dois litros de água, na dosagem de 3ml para cada codorna, adequação proveniente da dose que apresentou maior eficácia no teste in vitro (0,200ml produto/0,800ml H2O), e calculada com base no peso diário de alimento fornecido ao animal e consequentemente em trânsito gastrintestinal, assim sendo:* 2ml (ou g) da suspensão de ovos/oocistos controlada pela dose mais eficaz no teste in vitro.2) 12 dias após o tratamento, as amostras fecais foram coletadas e o número de ovos/oocistos novamente contados. Procedimento da contagem de ovos/oocistos nas fezes (técnica de McMaster modificada) 1) Três gramas de fezes foram pesadas e colocadas em um recipiente de vidro de 250ml.2) 42 ml de água foram adicionados, deixando de molho por 30 minutos, até que as fezes ficassem moles.3) Homogeneizou-se com agitador magnético.4) A solução foi passada para uma tigela através de tamis com malha de 100 e diâmetro de 20cm (abertura de 0,15mm).5) O líquido foi agitado e 13ml foi despejado em um tubo de centrífuga de 15ml.6) Centrifugou-se por dois minutos a 1500rpm e descartou-se o sobrenadante.7) O tubo foi agitado para soltar o sedimento e foi adicionada solução saturada de cloreto de sódio para obter o mesmo volume de antes (13ml).8) Inverteu-se o tubo seis vezes e imediatamente foi retirada uma amostra com uma pipeta Pasteur, preenchendo o primeiro compartimento da câmara de McMaster.9) O processo de inversão foi repetido e o segundo compartimento foi preenchido.10) Os ovos/oocistos foram visualizados em aumento de 40x, à luz da microscopia óptica, contando todos sob as duas grades (total volume de 2ml).11) Multiplicou-se o número de ovos/oocistos por 50 para obter o opg da amostra fecal.Os endoparasitos encontrados foram identificados segundo chaves de identificação e características morfológicas estabelecidas por Vicente et al. (1995) e McDougald (1997), e observados à luz da microscopia óptica, com aumento de 10x, 40x e 100x.A análise estatística dos dados obtidos das contagens parasitológicas foi realizada através da análise de variância (ANOVA) e complementada pelo teste de Tu

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